Biosilo de residuos de merluza y harina de cebada fermentados con bacterias ácido lácticas seleccionadas
Resumen
Se estudió la capacidad como inoculantes de biosilo de Lactococcus lactis Tw34 y Lactobacillus plantarum Lb7. Los experimentos se llevaron a cabo con una mezcla de subproductos de merluza (Merluccius hubbsi) y harina de cebada, fermentada durante 7 días. Como control se utilizó una muestra acidificada con ácido láctico. En las mezclas biológicas, el pH disminuyó por debajo de 5,0 después de 2 días de fermentación y permaneció estable hasta el final de la experiencia. La población máxima (>109 UFC/g) se alcanzó después de 5 días de incubación a 18°C. La concentración de péptidos solubles en agua aumentó durante los 7 días de incubación y no hubo diferencias significativas (p < 0,05) entre el control y ambos biosilos. Las concentraciones de péptidos solubles en ácido tricloroacético de los biosilos fueron superiores al control (p > 0,05). Después de 7 días, las concentraciones de fósforo alcanzadas fueron 2,26 y 2,42 g /100 g en los biosilos fermentados con Lc. lactis Tw34 y Lb. plantarum Lb7 respectivamente, mientras que en el control los valores permanecieron casi estables (1,61 g/100 g). Al final de la experiencia, la actividad inhibitoria de tripsina fue suprimida en ambos biosilos mientras que, en el control los factores antinutricionales seguían siendo activos. Los resultados indican la factibilidad del uso de la mezcla seleccionada como sustrato para la producción de biosilo y la eficacia de Lc. lactis Tw34 y Lb. plantarum Lb7 como inoculantes.
Descargas
Disciplinas:
MicrobiologíaLenguajes:
es;enAgencias de apoyo:
Secretaría de Políticas Universitarias (Ministerio de Educación, Argentina), Proyectos de Vinculación Tecnológica, “Capacidades Universitarias para el Desarrollo Productivo” y a la Secretaría de Ciencia y Técnica de la Universidad Nacional de la PatagoniaReferencias bibliográficas
ORGANIZACIÓN DE LAS NACIONES UNIDAS PARA LA AGRICULTURA Y LA ALIMENTACIÓN (FAO). El estado mundial de la pesca y la acuicultura. Oportunidades y desafíos. Roma (Italia): 2014.
CARUSO, G. Use of plant products as candidate fish meal substitutes: an emerging issue in aquaculture productions. Fisheries and Aquaculture Journal, 6, 2015, p. 1-3.
MOHAMED, S., HASSAAN, M.S., SOLTANB, M.A. and ABDEL MOEZC, A.M. Nutritive value of soybean meal after solid state fermentation with Saccharomyces cerevisiae for Nile tilapia, Oreochromis niloticus. Animal Feed Science and Technology, 201, 2015, p. 89–98.
COUTO, A., PERES, H., OLIVA-TELES, A. and ENES, P. Screening f nutrient digestibility, glycaemic response and gut morphology alterations in gilthead seabream (Sparus aurata) fed whole cereal meals. Aquaculture 450, 2016, p. 31–37.
RIBEIRO, L., MOURA, J., SANTOS, M., COLEN, R., RODRIGUES, V., BANDARRA, N., SOARES, F., RAMALHO, P., BARATA, M., MOURA, P., PEDRO POUSÃO-FERREIRA, P. and DIAS, J. Effect of vegetable based diets on growth, intestinal morphology, activity of intestinal enzymes and haematological stress indicators in meagre (Argyrosomus regius). Aquaculture, 447, 2015, p. 116-128.
TORRECILLAS, S., MOMPEL, M.J., CABALLERO, M.J., MONTERO, D., MERRIFIELD, A., RODILES, A., ROBAINA, L., ZAMORANO, M.J., KARALAZOS, V., KAUSHIK, S. and IZQUIERDO, M. Effect of fishmeal and fish oil replacement by vegetable meals and oils on gut health of European sea bass (Dicentrarchus labrax). Aquaculture, 468, 2017, p. 386-398.
DANWITZ, A., VAN BUSSEL, G.J., SIMON, F., KLATT, S.F. and SCHULZ, C. Dietary phytase supplementation in rapeseed protein based diets influences growth performance, digestibility and nutrient utilisation in turbot (Psetta maxima L.). Aquaculture, 450, 2016, p. 405–411.
HAIDAR, M., PETIE, M., HEINSBROEK, L., VERRETH, J. and SCHRAM J. The effect of type of carbohydrate (starch vs. nonstarch polysaccharides) on nutrients digestibility, energy retention and maintenance requirements in Nile tilapia. Aquaculture, 463, 2016, P. 241-247.
MAREN, M., FISCHER, M., EGLI, I., AEBERLI, I., HURRELL, R. and MEILE, L. Phytic acid degrading lactic acid bacteria in tef-injera fermentation. International Journal of Food Microbiology, 190, 2014, p. 54–60.
AKHTER, N., WU, B., MEMON, A.M. and MOHSIN, M. Probiotics and prebiotics associated with aquaculture: A review. Fish & Shellfish Immunology, 45, 2015, p. 733-741.
VERSHUERE, L., ROMBAUT, G., SORGELOOS, P. and VERSTRAETE, W. Probiotic bacteria as biological control agents in aquaculture. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 64, 2000, p. 655– 671.
DAWOOD, M. and KOSHIO, S. Recent advances in the role of probiotics and prebiotics in carp aquaculture. Aquaculture, 454, 2016, p. 243-251.
VÁZQUEZ, J.A., GONZÁLEZ, M.P. and MURADO, M.A. Preliminary tests on nisin and pediocin production using waste protein sources factorial and kinetic studies. Bioresource Technology, 97, 2006, p. 605–613.
VÁZQUEZ, J.A., DOCASAL, S.F., PRIETO, M.A., GONZÁLEZ, M.P. and MURADO, M.A. Growth and metabolic features of lactic acid bacteria in media with hydrolysed fish viscera. An approach to bio-silage of fishing by-products. Bioresource Technology, 99, 2008, p.6246-6257.
SEQUEIROS, C., GARCÉS, M., VALLEJO, M., MARGUET, E. and OLIVERA, N. Potential aquaculture probiont Lactococcus lactis TW34 produces nisin Z and inhibits the fish pathogen Lactococcus garvieae. Archives of Microbiology, 197, 2015, p. 449-458.
VALLEJO, M., MARGUET, E. y ETCHECHOURY, V.E. Potencial probiótico de cepas de Lactobacillus aisladas de quesos ovinos patagónicos. Revista Salud Pública y Nutrición, 9, 2008, p. 1-10.
FISKE, C.H. and SUBARROW, Y. The colorimetric determination of phosphorus. Journal of. Biological Chemistry, 66, 1925, p. 375–400.
URSHEV, Z., NINOVA-NIKOLOVA, N., ISHLIMOVA, D., PASHOVA-BALTOVA, K., MICHAYLOVA, M. and SAVOVA T. Selection and characterization of naturally occurring high acidification rate Streptococcus thermophilus strains. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 28, 2014, p. 899-903.
NGO, A., EZOULIN, M., YOUM, I. and YOUAN, B. Optimal concentration of 2,2,2-trichloroacetic acid for protein precipitation based on response surface methodology. Analytical & Bioanalytical Techniques, 5, 2014, p. 1-11.
SPELBRINK, R.E., GERRITS, P.J., MOOIJ, C. and GIUSEPPIN, M.L. Quantitative determination of trypsin inhibitory activity in complex matrices. The Open Food Science Journal, 5, 2011, p. 42-46.
LIU, K. and MARKAKIS, P. An improved colorimetric method for determining antitryptic activity in soybean products. Cereal Chemistry, 66, 1989, p. 415-422.
MAGALA, M., KOHAJDOVA, Z. and KAROVICOVA, J. Degradation of phytic acid during fermentation of cereal substrates. Journal of Cereal Science, 61, 2015, p. 94-96.
SRIKET, C. Proteases in fish and shellfish: Role on muscle softening and prevention. International Food Research Journal, 21, 2014, p. 433-445.
ATANASOVA, J., MONCHEVA, P. and IVANOV,A I. Proteolytic and antimicrobial activity of lactic acid bacteria grown in goat milk.
Biotechnology & Biotechnological Equipment, 28, 2014, p. 1073-1078.
NOENS, E. and LOLKEMA, J. Physiology and substrate specificity of two closely related amino acid transporters, SerP1 and SerP2, of Lactococcus lactis. Journal of Bacteriology, 197, 2015, p. 951-958.
HORNA, S.J., ASPMO, S.I. and EIJSINK, V.G. Evaluation of different cod viscera fractions and their seasonal variation used in a growth medium for lactic acid bacteria. Enzyme and Microbial Technology, 40, 2007, p. 1328–1334.
HALIM, N.R., YUSOF, H.M. and SARBON, N.M. Functional and bioactive properties of fish protein hydrolysates and peptides: A comprehensive review. Trends in Food Science & Technology, 51, 2016, p. 24-33.
SILA, A. and BOUGATEF, A. Antioxidant peptides from marine by-products: Isolation, identification and application in food systems. A review. Journal of Functional Foods, 21, 2016, p.10–26.
Español
Inglés
.png)
